Kleszczowe zapalenie mózgu (KZM; tick-borne encephalitis, TBE) zostało po raz pierwszy opisane przez H. Schneider w 1931 roku i od tego czasu w Europie i Azji jest uważane za jedną z częstszych chorób wirusowych ośrodkowego układu nerwowego (OUN), [1-4]. Nazwa choroby pochodzi od głównego wektora przenoszącego wirusa, jakim jest kleszcz [5]. Czynnikiem etiologicznym KZM jest wirus kleszczowego zapalenia mózgu (tick-borne encephalitis virus, TBEV) należący do rodzaju flawiwirusów z rodziny Flaviridae [2, 3, 6-8]. Literatura opisuje ponad 70 rodzajów flawiwirusów o wielkości od 40 do 65 nm, z pojedynczą nicią RNA o dodatniej polaryzacji [3], do których oprócz TBEV należy także wirus dengi, żółtej febry oraz wirus japońskiego zapalenia mózgu [4]. Wśród wirusów kleszczowego zapalenia mózgu wyróżniamy trzy podtypy genetyczne: europejski (TBEV-Eu), syberyjski (TBEV-Sib) i dalekowschodni (TBEV-Fe) [2, 7, 9]. Podtyp europejski wirusa jest przenoszony przez kleszcze Ixodes ricinus, występujące głównie w Europie, natomiast syberyjski i dalekowschodni przez kleszcze z rodzaju Ixodes persulcatus [7]. W Polsce pierwsze przypadki KZM stwierdzono na przełomie lat 40. i 50. ubiegłego wieku w północno-wschodniej części kraju i na Opolszczyźnie [10].
Do kleszczowego zapalenia mózgu dochodzi najczęściej w wyniku ukłucia kleszcza, wirus jest przekazywany wraz z jego śliną podczas wysysania krwi. Rzadziej infekcja jest przenoszona w wyniku wypicia zakażonego niepasteryzowanego mleka koziego lub krowiego [2, 4]. Po ukąszeniu przez kleszcza początkowa replikacja wirusa odbywa się w miejscu wprowadzenia, tj. w komórkach skóry. W pierwszej kolejności wirus atakuje neutrofile, komórki Langerhansa, makrofagi i komórki NK (natural killers) [11]. Następnie poprzez naczynia włosowate dostaje się do miejscowych węzłów chłonnych, gdzie dalej intensywnie replikuje [3, 12]. Replikację wirusa stwierdzono również w strukturach błoniastych retikulum endoplazmatycznego [7]. Po okresie wczesnej wiremii wirus dociera do krwioobiegu i rozwija się postać ogólnoustrojowa. Wirus może wówczas replikować również w komórkach śródbłonka różnych narządów (śledziony, wątroby, szpiku kostnego). W krwioobiegu TBEV atakuje komórki układu odpornościowego (komórki dendrytyczne, neutrofile, monocyty, makrofagi i limfocyty T), które mogą migrować do OUN przez barierę krew-mózg (blood-brain barier). TBEV może również przedostać się do OUN poprzez: 1) nabłonek węchowy w trakcie wdychania cząstek wirusowych, bowiem wirus zachowuje swoją zakaźność w powietrzu do 6 godzin w temperaturze pokojowej, 2) przez zakażone komórki śródbłonka naczyń włosowatych mózgu lub 3) przez neurony, jeśli uprzednio zakażone były nerwy obwodowe [12-15].
Okres wylęgania KZM wynosi od 2 do 28 dni. Typowy przebieg choroby jest dwufazowy. Faza pierwsza – odpowiada fazie wiremii, u 70% pacjentów występują tzw. objawy grypopodobne. Po tej fazie następuje okres bezgorączkowy, bezobjawowy, trwający zwykle około tygodnia. U większości pacjentów rozwija się następnie druga faza wiremii, związana z zakażeniem OUN. Może przebiegać pod różnymi postaciami: zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych (Meningitis), zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych i mózgu (Meningoencephalitis), zapalenia mózgu, opon mózgowo-rdzeniowych i rdzenia (Meningoencephalomyelitis) oraz najcięższa postać – zapalenie mózgu, rdzenia i korzonków rdzeniowych (Meningoencephaloradiclitis) [15, 16].
W diagnostyce KZM szczególne miejsce zajmują badania serologiczne prowadzone w krwi i płynie mózgowo-rdzeniowym (PMR), które wykrywają p/ciała IgM i IgG przeciwko TBEV (TBEV IgM i TBEV IgG) metodą immunoenzymatyczną (ELISA). Coraz częściej wykrywane jest również RNA wirusa metodą PCR, jednak badania te wymagają dalszej walidacji.
Ponadto we krwi pacjentów z KZM obserwuje się leukocytozę z neutrofilią, ale bez przesunięcia w lewo, zmniejszoną liczbę płytek krwi i wzrost aktywności enzymów wątrobowych we wczesnej fazie wiremii oraz podwyższone stężenia białka C-reaktywnego (CRP) i przyśpieszone OB zwykle u chorych z ciężkim przebiegiem choroby [16, 17]. W płynie mózgowo-rdzeniowym obserwuje się pleocytozę, czyli zwiększoną liczbę komórek jądrzastych w 1 mm3 PMR. Norma dla osób dorosłych: 0-5/mm3, u dzieci zakresy referencyjne dla cytozy są inne i zależą od wieku: noworodki tj. < 1. r.ż. 0-30/mm3, od 1. do 4. r. ż. 0-20/mm3, od 5. do 18. r.ż. 0-10/mm3 [18]. W preparacie cytologicznym PMR w pierwszych dniach infekcji najczęściej obserwuje się przewagę neutrofili nad limfocytami [19-22]. Jednak są również doniesienia, które wskazują, że we wczesnym stadium KZM w PMR dominują komórki jednojądrzaste [17].
Celem pracy była ocena dynamiki zmian wyników badania ogólnego, cytozy oraz cytodiagnostyki płynu mózgowo-rdzeniowego, parametrów stanu zapalnego (CRP i liczba leukocytów) oraz podstawowych parametrów morfologii krwi u pacjentów z KZM w pierwszym dniu przyjęcia pacjentów do szpitala (faza ostra) oraz po leczeniu po 2 tygodniach od pierwszej punkcji.

Materiał i metody

Pacjenci
Grupę badaną stanowiło 24 chorych na kleszczowe zapalenie mózgu (KZM), leczonych w latach 2012-2013 w Klinice Chorób Zakaźnych i Neuroinfekcji Uniwersytetu Medycznego w Białymstoku. Rozpoznanie KZM było oparte o kliniczne objawy zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych lub zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych i mózgu oraz badania serologiczne (tab. 1). Dla wszystkich pacjentów włączonych do badania przeprowadzono również testy w kierunku prątków Borrelia burgdorferi, aby wykluczyć neuroboreliozę. Charakterystykę grupy badanej przedstawia tab. 1.
Na przeprowadzenie badań uzyskano zgodę Komisji Bioetycznej Uniwersytetu Medycznego w Białymstoku, wszyscy pacjenci zakwalifikowani do grupy badanej podpisali pisemną zgodę na udział w zaplanowanych badaniach.

Materiał badany
W celu potwierdzenia KZM przeprowadzono ocenę przeciwciał przeciw TBEV w PMR i surowicy przy użyciu testu immunoenzymatycznego (zestaw SERION ELISA classic, Niemcy), przeprowadzonego zgodnie z instrukcją producenta. Materiałami do badań były płyn mózgowo-rdzeniowy i krew żylna, pobrane w pierwszej dobie po przyjęciu chorych do szpitala (KZM I) oraz po leczeniu po 2 tygodniach (KZM II) od pierwszej punkcji. PMR był pobrany drogą punkcji lędźwiowej do probówek polipropylenowych (PP) i natychmiast wysłany na badania serologiczne, badanie ogólne oraz cytologiczne. Krew była pobrana z żyły odłokciowej z użyciem stazy do probówek z antykoagulantem EDTAK2 na badanie morfologii krwi oraz do probówek na skrzep z granulatem do badań serologicznych i biochemicznych. Krew z granulatem została pozostawiona na 30 minut do pełnego wykrzepienia, a następnie odwirowana w celu uzyskania surowicy (20 min x 1500 x g).
Parametry biochemiczne PMR (stężenie białka całkowitego, albuminy, glukozy) oznaczono na analizatorze biochemicznym. Cytozę w PMR przygotowano według standardowych technik laboratoryjnych z wykorzystaniem płynu Samsona i komory Füchs-Rosenthal. Komórki policzono na powierzchni całej komory Füchs-Rosenthal z wykorzystaniem metody dwóch przyległych boków, dzieląc uzyskany wynik na 3, ponieważ pojemność komory wynosi 3,2 mm3.
Preparaty cytologiczne PMR przygotowano bezpośrednio po dostarczeniu płynu (do 30 min od punkcji lędźwiowej). Preparat wykonano z 300 µl dokładnie wymieszanego płynu z wykorzystaniem jednorazowych wkładek cyto oraz cytowirówki MPW 342 (MPW Med. Instruments), wirując PMR przez 8 min przy 600 x g. W trakcie wirowania wkładki cyto zmieniają położenie na horyzontalne i wówczas pod wpływem siły odśrodkowej elementy komórkowe oddzielają się od zawiesiny i osadzają bezpośrednio na szkiełku mikroskopowym. Osad komórkowy jest rozkładany równomiernie w ograniczonym okręgiem miejscu (Ø 8, 7 mm) na szkiełku podstawowym, co zapobiega utracie komórek. Bezkomórkowy nadsącz jest wchłaniany przez bibułę filtracyjną bądź odzyskiwany do probówki zlewowej [23, 24]. Preparaty cytologiczne PMR po wyjęciu z cytowirówki były zabezpieczane utrwalaczem do preparatów cytologicznych w areozolu (Cytofix) i barwione metodą May Grünwalda-Giemsa (3 min – odczynnik May Grünwalda, 1 min – płukanie w wodzie destylowanej, 8 minut w rozcieńczanym 20-krotnie odczynniku Giemsa, płukanie wodą). Badanie cytologiczne przeprowadzono z wykorzystaniem mikroskopu świetlnego Olympus CX41 (x1000, z imersją). Preparaty liczono do 200 komórek, co pozwoliło określić odsetek: limfocytów, komórek limfoidalnych, plazmocytów, neutrofili, monocytów i makrofagów.
Parametry morfologiczne krwi (liczbę leukocytów/WBC, liczbę erytrocytów/RBC, stężenie hemoglobiny/HGB, liczbę płytek krwi/PLT) oznaczono w krwi pełnej na analizatorze hematologicznym, natomiast stężenie białka C-reaktywnego (CRP) oznaczono w surowicy krwi na analizatorze biochemicznym.

Analiza statystyczna
Uzyskane wyniki poddano analizie statystycznej z wykorzystaniem programu STATISTICA 10.0 PL (StatSoft Inc., Tulsa, USA). Wyniki nie spełniały rozkładu normalnego w teście chi-kwadrat, dlatego stosowane były testy nieparametryczne. Test Kołmogorowa-Smirnowa posłużył do porównania dwóch niezależnych próbek. Różnice uznano za istotne statystycznie dla P < 0,05. Współczynniki korelacji wyznaczono metodą rang Spearmana.

Wyniki

Parametry PMR
Parametry biochemiczne PMR (mediana stężenia białka całkowitego, albuminy i glukozy) były wyższe w ostrej fazie (KZM I) w porównaniu do badania po 2 tygodniach (KZM II), jednak uzyskane różnice nie były istotne statystycznie (tab. 2).
W ostrej fazie KZM cytoza była istotnie statystycznie wyższa (140/mm3) w porównaniu do badania po 2 tygodniach (52/mm3) (P < 0,001).
Badanie cytologiczne PMR wykazało istotnie statystycznie wyższy odsetek neutrofili w grupie KZM I (28%) w porównaniu do KZM II (5%), (P < 0,05). Istotne różnice pomiędzy KZM I i II obserwowano również dla odsetka limfocytów (P < 0,001), który był niższy w grupie KZM I (61%) w porównaniu z KZM II (89%). Odsetek plazmocytów i makrofagów był niższy w grupie KZM I w porównaniu do KZM II, natomiast odsetek komórek limfoidalnych i monocytów był wyższy w grupie KZM I w porównaniu do KZM II, ale obserwowane różnice nie były istotne statystycznie (tab. 2).

Parametry krwi
CRP oraz WBC były istotnie wyższe w ostrej fazie KZM przed rozpoczętym leczeniem w porównaniu z wynikami otrzymanymi po 2 tygodniach. W rozmazie krwi odsetek limfocytów, neutrofili i monocytów był wyższy u pacjentów z grupy KZM I w porównaniu do grupy KZM II, natomiast tylko dla limfocytów i neutrofili różnica była istotna statystycznie (P < 0,001). Parametry układu czerwonokrwinkowego (RBC i HGB) oraz PLT były nieco niższe u pacjentów w grupie KZM I w porównaniu do grupy KZM II, obserwowane różnice jednak nie były istotne statystycznie (tab. 3).
Współczynniki korelacji
Przeprowadzone testy korelacji rang Spearmana nie wykazały zależności między cytozą a odsetkiem neutrofili i limfocytów w PMR (wyniki nie prezentowane w publikacji). Natomiast obserwowano istotną ujemną silną zależność pomiędzy neutrofilami i limfocytami w PMR (r = – 0,83; P < 0,001). Ponadto we krwi obserwowano dodatnią istotną korelację pomiędzy stężeniem CRP i WBC a odsetkiem neutrofili (odpowiednio r = 0,36; P < 0,05; r = 0,65; P < 0,001) oraz co ciekawe, ujemną istotną korelację stężenia CRP i WBC a odsetkiem limfocytów (odpowiednio r = – 0,47; P < 0,001; r = – 0,60; P < 0,001).

Fot. 1. Limfocyt (po lewej) i limfocyt reaktywny (po prawej) w PMR u chorych na KZM. Barwienie May-Grünwald Giemsa, x1000, fot. pochodzi z archiwum Zakładu Laboratoryjnej Diagnostyki Klinicznej UMB, autorstwo J. Kamińska

Fot. 2. Plazmocyt (w prawym dolnym rogu) w PMR u chorych na KZM. Barwienie May-Grünwald Giemsa, x1000, fot. pochodzi z archiwum Zakładu Laboratoryjnej Diagnostyki Klinicznej UMB, autorstwo J. Kamińska

Dyskusja

W diagnostyce wirusowych zapaleń OUN, również w kleszczowym zapaleniu mózgu (KZM) istotną rolę obok testów serologicznych i badań genetycznych odgrywa badanie płynu mózgowo-rdzeniowego. W literaturze dostępne są różnorodne dane na temat wyników PMR u tych chorych, co prawdopodobnie zależy w dużym stopniu od momentu pobrania płynu i przebiegu choroby.
Nasze badania pokazują, iż dynamika zmiany stężenia białka całkowitego pomiędzy pierwszą a drugą punkcją była znikoma. Warto jednak podkreślić, że w obu grupach stężenie białka było wyższe niż w stanie fizjologii (15-45 mg/dl). Włączone leczenie jedynie delikatnie obniżyło stężenie białek w PMR, a 2 tygodnie nie były wystarczające, by wróciło ono do wartości prawidłowych. Otrzymane wyniki są charakterystyczne dla wirusowych zapaleń OUN, gdzie najczęściej obserwuje się umiarkowany wzrost stężenia białka, zwykle < 100 mg/dl. Kaiser w dużych badaniach prowadzonych w Niemczech również obserwował umiarkowanie podwyższone stężenie białka całkowitego u pacjentów z KZM (72 mg/dl). Autor podkreśla, że stężenie białka całkowitego różniło się istotnie w zależności od manifestacji choroby. U chorych z zapaleniem opon mózgowo-rdzeniowych (ZOMR) było najniższe (59 mg/dl), natomiast najwyższe (95 mg/dl) u chorych z zapaleniem opon, mózgu i rdzenia kręgowego [20, 25]. Fauad i wsp. porównywali stężenie białka całkowitego w PMR u chorych z ZOMR z przyczyn bakteryjnych w porównaniu do chorych z aseptycznym ZOMR. U niespełna połowy chorych (47,6%) z aseptycznym ZOMR stężenia białka całkowitego w PMR było powyżej 50 mg/dl, natomiast w przypadku ZOMR o etiologii bakteryjnej u niemal 90% chorych [26].
Ważnym parametrem ocenianym w PMR jest albumina. Podobnie jak stężenie białka całkowitego, stężenie albuminy w naszych badaniach było wyższe niż w stanie fizjologii (10-30 mg/dl). Wynika to prawdopodobnie z dysfunkcji bariery krew-PMR obserwowanej w przebiegu KZM. Jednakże dynamika zmiany stężenia albuminy w grupie KZM I względem KZM II była znikoma. Należy podkreślić, że aby wiarygodnie ocenić funkcjonalność bariery krew-PMR, należy wyznaczyć współczynnik albuminowy (QAlb.). Wynika to z faktu, że albumina jest syntetyzowana wyłącznie w wątrobie i przechodzi przez barierę krew-PMR na drodze dyfuzji prostej z krwi, a komórki OUN nie zużywają albuminy. QAlb wylicza się, dzieląc stężenie albuminy w PMR przez stężenie albuminy w surowicy [27]. Większość danych literaturowych wskazuje na umiarkowaną dysfunkcję bariery krew-PMR w przebiegu KZM [19, 25, 28].
W naszym badaniu ocenialiśmy również stężenia glukozy w PMR, które w obydwu badanych grupach mieściły się w zakresie referencyjnym (50-80 mg/dl). Brak zmiany stężenia glukozy w PMR jest charakterystyczny dla wirusowych zapaleń opon mózgowo-rdzeniowych, w tym również dla KZM, co podkreślają również inni autorzy [4]. Fauad i wsp. obserwowali stężenie glukozy w PMR > 45 mg/dl u przeważającej większości chorych (84,3%) z aseptycznym ZOMR, a stężenie < 45 mg/dl w przypadku 15,7% tych chorych. Autorzy wyliczyli również współczynnik glukozowy, tj. stężenie glukozy w PMR podzielili przez jej stężenie w surowicy i obniżony współczynnik < 0,6 obserwowali aż u 64,5% tych chorych. Autorzy są zgodni, że w aseptycznym ZOMR zwykle nie obserwuje się zmian w stężeniu glukozy, ale może być ona obniżona podobnie jak w bakteryjnym ZOMR, jeśli jest to zapalenie o etiologii enterowirusowej, spowodowane wirusem opryszczki pospolitej (herpes simplex virus, HSV-2) lub ospy wietrznej i półpaśca (Varicella zoster virus, VZV) [26].
Badaniami, które są szczególnie istotne w diagnostyce KZM są cytoza i badanie cytologiczne PMR (cytodiagnostyka). Uzyskane przez nas wyniki oraz dane literaturowe są zgodne [19, 25, 28], iż u chorych z KZM obserwowana jest pleocytoza. Dla aseptycznego ZOMR, również KZM, charakterystyczna jest umiarkowanie podwyższona cytoza. Jest to wartość do kilkuset komórek, zwykle poniżej 1000/mm3. Natomiast wartości cytozy powyżej 1000/mm3 obserwowane są najczęściej w bakteryjnych ZOMR.
Badanie cytologiczne PMR pokazało, iż w grupie z KZM I w rozmazie PMR dominowały limfocyty i neutrofile; zaobserwowaliśmy istotną dynamikę zmian tych komórek względem grupy KZM II (14 dni po pierwszej punkcji), gdzie odsetek limfocytów znacznie wzrósł, a neutrofili się obniżył. W rozmazie występowały również monocyty, makrofagi, plazmocyty i komórki limfoidalne, natomiast nie obserwowaliśmy istotnych różnic w odsetku tych komórek w zależności od fazy KZM. Na uwagę zasługuje jednak fakt obecności w rozmazie płynu mózgowo-rdzeniowego u chorych na KZM wysokiego odsetka limfocytów, również limfocytów aktywowanych (fot. 1), a także plazmocytów (fot. 2) i komórek limfoidalnych. Komórki te tzw. immunokompetentne przenikają do płynu przez barierę krew-mózg i w OUN ulegają transformacji w odpowiedź na stymulację antygenową i syntetyzują p/ciała przeciwko TBEV.
Podobne wyniki do naszych prezentowali Mickiene i wsp. W badaniu cytologicznym PMR w pierwszym dniu od pojawienia się ostrych objawów u chorych na KZM z wysoce endemicznych terenów na Litwie obserwowali przewagę komórek jednojądrzastych i pleocytozę powyżej 80/mm3, bez istotnych różnic w zależności, czy było to łagodne, umiarkowane czy ciężkie KZM [28].
Częściej natomiast w literaturze są prezentowane dane, które wskazują na dominację granulocytów nad agranulocytami w pierwszych dniach KZM. Ciekawe wyniki prezentowali Jeren i wsp., którzy monitorowali cytozę u chorych na KZM. W pierwszym dniu choroby średnia wartość cytozy wyniosła 84/mm3, przy czym najwyższą pleocytozę równą 738/mm3 obserwowali w 3. dniu choroby. Od 5. dnia wartość cytozy ulegała stopniowemu obniżeniu, osiągając w 14. dobie wartość 92/mm3, a w 18. już znacznie niższą wartość, równą 34/mm3 [22]. Inne dane literaturowe wskazują, że w KZM pleocytoza może się utrzymywać od 3-6 tygodni, a nawet przedłużać się do 3-4 miesięcy [29].
W badaniu cytologicznym PMR Jeren i wsp. w pierwszych dwóch dniach obserwowali dominację neutrofili nad limfocytami i monocytami (te komórki były zliczane razem w ich badaniu). Od 5. do 7. doby autorzy opisali istotny wzrost limfocytów i monocytów oraz komórek immunokompetentnych w stosunku do neutrofili, które się znacząco obniżały. Po 14. dobie w ich badaniach neutrofile osiągnęły wartość poniżej 10%, a limfocyty i monocyty stanowiły blisko 80% wszystkich komórek w PMR [22], co jest zgodne z naszymi wynikami.
Ich badania były uzupełnione o barwienie immunocytochemiczne, które pozwoliło zauważyć, że pomiędzy 5. a 18. dniem choroby w PMR największy odsetek (60%) stanowiły limfocyty T (CD3) w stosunku do limfocytów B (18%, CD20), przy czym średnio 35% stanowiły komórki limfoidalne. Natomiast wśród limfocytów T średnio 39% miało pozytywny wynik CD8 (limfocyty T cytotoksyczne), natomiast 20% dodatni wynik CD4 (limfocyty T pomocnicze). Wśród komórek monocytoidalnych aż 66% stanowiły aktywowane makrofagi (CD32). Jeren i wsp. zwracają uwagę na morfologię aktywowanych makrofagów, która, jak to opisują, może być „dziwaczna”, a przez to bardzo trudno je odróżnić od komórek nowotworowych. Autorzy podsumowują, że badanie cytologiczne PMR i obecność opisanych komórek dobrze odzwierciedla zmiany zapalne oraz ich odpowiedź immunologiczną w OUN w wyniku działania TBEV [22]. Również inni autorzy podkreślają, że w pierwszych dniach neuroinfekcji spowodowanej TBEV w PMR obserwuje się podwyższony odsetek neutrofili w stosunku do limfocytów, co może być mylące i wskazywać na etiologię bakteryjną, dlatego ważne są badania serologiczne PMR w kierunku TBEV [20, 25, 26].
W badaniach biochemicznych i hematologicznych obserwowaliśmy istotną dynamikę zmian stężenia CRP oraz WBC, które były podwyższone w ostrej fazie choroby (KZM I), a po 2 tygodniach leczenia uległy istotnemu obniżeniu (KZM II). W pierwszej fazie w rozmazie krwi dominowały neutrofile, przy czym w badaniu kontrolnym ich odsetek był już istotnie niższy i był widoczny powolny wzrost odsetka limfocytów. Ponadto parametry stanu zapalnego korelowały dodatnio z odsetkiem neutrofili, a ujemnie z odsetkiem limfocytów, co potwierdza ich znaczenie i udział w ostrym stanie.
Nasze wyniki obserwowane we krwi chorych na KZM są zgodne z danymi prezentowanymi w literaturze [4, 17, 19], gdzie podkreśla się głównie obecność leukocytozy w pierwszych dniach KZM (> 10 x 103/µl, rzadko powyżej 15 x 103/µl) z dominacją neutrofili oraz wzrost parametrów ostrej fazy, tj. białka CRP i OB. Są to jednak odchylenia, które nie są charakterystyczne jedynie dla KZM i można je obserwować w przebiegu różnych stanów zapalnych.
Podsumowując, należy podkreślić, że badania biochemiczne i cytologiczne płynu mózgowo-rdzeniowego w pierwszych dniach KZM nie pozwalają na jednoznaczne ustalenie etiologii zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych. Dlatego też w tym okresie diagnostyka powinna być uzupełniona o badania serologiczne PMR i surowicy w kierunku p/ciał przeciwko wirusowi TBEV. Ważna jest ocena PMR w różnych fazach KZM, ponieważ pozwala monitorować przebieg choroby i zrozumieć zachodzące w OUN zmiany w wyniku działania wirusa TBEV. Natomiast parametry krwi są badaniami pomocniczymi, które mogą być wykorzystywane do monitorowania przebiegu choroby.    

Piśmiennictwo
1.    Schneider H.: Über epidemische akute Meningitis serosa. „Wiener Klin Wschr”, 1931, 44, 350-2.
2.    Süss J.: Tick-borne encephalitis 2010: epidemiology, risk areas, and virus strains in Europe and Asia – an overview. „Ticks Tick Borne Dis.”, 2011, 2, 2-15. PMID: 21771531, DOI: 10.1016/j.ttbdis.2010.10.007.
3.    Bardina S.V., Lim J.K.: The role of chemokines in the pathogenesis of neurotropic flaviviruses. „Immunol Res.”, 2012, 54, 121-32. PMID: 22547394, DOI: 10.1007/s12026-012-8333-3.
4.    Dumpis U., Crook D., Oksi J.: Tick-Borne Encephalitis. „Clin Infect Dis.”, 1999, 28, 882-90. PMID: 10825054, DOI: 10.1086/515195.
5.    Zajkowska J.: Pokłucie przez kleszcza a ryzyko wystąpienia kleszczowego zapalenia mózgu. Jak uchronić się przed pokłuciem i zachorowaniem. „Forum Zakażeń”, 2015, 6, 127-133.
6.    Haglund M., Günther G.: Tick-borne encephalitis – pathogenesis, clinical course and long-term follow-up. „Vaccine”, 2003, 21, 11-8. PMID: 12628810, DOI:10.1016/S0264-410X(02)00811-3.
7.    Lindquist L., Vapalahti O.: Tick-borne encephalitis. „Lancet”, 2008, 371, 1861-71. PMID: 18514730, DOI: 10.1016/S0140-6736(08)60800-4.
8.    Tomazic J., Poljak M., Popovic P. et al.: Tick-borne encephalitis: possibly a fatal disease in its acute stage. PCR amplification of TBE RNA from postmortem brain tissue. „Infection”, 1997, 25, 41-3. PMID: 9039538.
9.    Gritsun T.S., Lashkevich V.A., Gould E.A.: Tick-borne encephalitis. „Antiviral Research”, 2003, 57, 129-46. PMID: 12615309.
10.    Szajna J.: Badania nad zapaleniem mózgu kleszczowym. III. Obraz kliniczny kleszczowego zapalenia mózgu. „N. Przegl. Epidemiol.”, 1954, 8 (3), 219-23. PMID: 13224771.
11.    Mansfield K.L., Johnson N., Phipps L.P. et al.: Tick-borne encephalitis virus – a review of an emerging zoonosis. „J. Gen. Virol.”, 2009, 90, 1781-94. PMID: 19420159. DOI: 10.1099/vir.0.011437-0.
12.    Zajkowska J., Moniuszko-Malinowska A., Pancewicz S.A. et al.: Evaluation of CXCL10, CXCL11, CXCL12 and CXCL13 chemokines in serum and cerebrospinal fluid in patients with tick borne encephalitis (TBE). „Adv Med Sci”, 2011, 56, 311-17. PMID: 22008312. DOI: 10.2478/v10039-011-0033-z.
13.    Dörrbecker B., Dobler G., Spiegel M., Hufer F.T.: Tick-borne encephalitis virus and the immune response of the mammalian host. „Travel Med. Infect. Dis.”, 2010, 8, 213-22. PMID: 20970724. DOI: 10.1016/j.tmaid.2010.05.010.
14.    Drelich A., Kuczyński P., Wąsik T.J.: Etiopatogeneza kleszczowego zapalenia mózgu (KZM). „Ann. Acad. Medi. Siles.”, 2012, 66, 45-56.
15.    Czupryna P., Moniuszko A., Pancewicz S. et al.: Tick-borne encephalitis in Poland in years 1993–2008 – epidemiology and clinical presentation. A retrospective study of 687 patients. „Eur J Neurol”, 2011, 18, 673-9. PMID: 21143706. DOI: 10.1111/j.1468-1331.2010.03278.x.
16.    Kaiser R.: Tick-borne encephalitis (TBE) in Germany and clinical course of the disease. „J Med Microbiol”, 2002, 291, 58-61. PMID: 12141760.
17.    Lotric-Furlan S., Strle F.: Thrombocytopenia, leukopenia and abnormal liver function tests in the initial phase of tick-borne encephalitis. „Zentralbl Bakteriol.”, 1995, 282, 275-8. PMID: 8522376.
18.    Brunzel N.A.: Diagnostyka laboratoryjna moczu i innych płynów ustrojowych. Redakcja wyd. polskiego Kemona H., Mantur M., Elsevier Saunders, 2013, 13, 340, Badanie płynu mózgowo-rdzeniowego (PMR).
19.    Holzmann H.: Diagnosis of tick-borne encephalitis. „Vaccine” 2003, 21, 36-40. PMID: 12628812.
20.    Kaiser R.: The clinical and epidemiological profile of tick-borne encephalitis in southern Germany 1994-98. A prospective study of 656 patients. „Brain”, 1999, 122, 2067-78. PMID: 10545392.
21.    Günther G., Haglund M., Lindquist L. et al.: Intrathecal IgM, IgA and IgG antibody response in tick-borne encephalitis. Long-term follow-up related to clinical course and outcome. „Clin Diagn Virol.”, 1997, 8, 17-29. PMID: 9248655.
22.    Jeren T., Vince A.: Cytologic and Immunoenzymatic Findings in CSF from Patients with Tick-Borne Encephalitis. „Acta Cytologica”, 1998, 42, 330-334. PMID: 9568131.
23.    Shanholtzer C.J., Schaper P.J., Peterson L.R.: Concentrated Gram Stain Smears Prepared with a Cytospin Centrifuge. „J Clin Microbiol”, 1982, 16, 1052-1056. PMID: 6186686. DOI: 0095-1137/82/121052-05$02.00/0.
24.    Instrukcja obsługi: Wkładka Cyto do cytowirówki MPW Med. Instruments. 2013, 1-8.
25.    Kaiser R., Holzmann H.: Laboratory Findings in Tick-Borne Encephalitis-correlation with Clinical Outcome. „Infection”, 2000, 28, 78-84. PMID: 10782392.
26.    Fouad R., Khairy M., Fathalah W. et al.: Role of Clinical Presentations and Routine CSF Analysis in the Rapid Diagnosis of Acute Bacterial Meningitis in Cases of Negative Gram Stained Smears. „J Trop Med.”, 2014, 2014:213762. PMID: 24803939. DOI: 10.1155/2014/213762.
27.    Kamińska J., Koper O.M., Piechal K. et al.: Multiple sclerosis – etiology and diagnostic potential. „Postepy Hig Med Dosw” (Online). 2017, 71, 551-63. PMID: 28665284.
28.    Mickiene A., Laiskonis A., Günther G. et al.: Tickborne Encephalitis in an Area of High Endemicity in Lithuania: Disease Severity and Long-Term Prognosis. „Clinical Infectious Diseases”, 2002, 35, 650-8. PMID: 12203160. DOI: 10.1086/342059.
29.    Vingre I., Nesaule V., Kalvelis G.: Tick-borne encephalitis (in Latvian). Riga, Latvia: Zvaigzne, 1984, 30-84.